MANUAL DE CAMPO INTERINSTITUCIONAL PARA LA RECOLECCIÓN DE DATOS SOBRE LA CALIDAD DEL AGUA

Preparación de Muestreos Para la Calidad del Agua

Establecimiento del Sitio
Carpetas de Campo/Mediciones en el Terreno
Caudal
Temperatura
pH
Método in situ
Método de submuestreo
Alcalinidad
Oxígeno Disuelto
Instrumento de sonda múltiple
Método de Titulación de Winkler
Correcciones a Mediciones de Oxígeno Disuelto Tomadas con Medidores de Oxígeno Disuelto
Conductancia Específica
Cloro Residual
Análisis para Determinar el Cloro Residual
Bacterias Fecales Indicadoras
Seguridad
Equipo de Muestreo para la Calidad del Agua
Descontaminación del Equipo

1. Diagrama mostrando procedimientos de medición in-situ
2. Diagrama mostrando procedimientos de medición in-situ de submuestras para conductividad, pH y alcalinidad
3. Diagrama mostrando la sección transversal de flujo que ilustra el método de sección media para determinar descarga
4. Fotografías mostrando equipo de muestreo de la calidad del agua

Hay cuatro factores cruciales para tomar muestras en forma satisfactoria y exacta--salud y seguridad personal, tomar una muestra representativa, control de calidad del proceso global de muestreo y registros completos y exactos. Las recomendaciones de salud y seguridad personal se incluyen en la sección Seguridad más adelante. Ya se ha hablado sobre recoger una muestra representativa y es un tema que se volverá a comentar. El control de la calidad se examinará en la sección Planes de Garantía de Calidad y Muestras para Control de Calidad. En esta sección se explicará el archivamiento de registros.

Los pasos básicos para establecer un nuevo sitio incluyen ubicar y describir la estación de muestreo en los registros de datos o base de datos indicando el posicionamiento físico, determinando las coordenadas de la estación y fotografiándola. La ubicación y el número de identificación de un sitio de muestreo de calidad del agua deberá marcarse con exactitud en un cuadrángulo topográfico del USGS. El trazado de esquemas del lugar que muestren los caminos, edificios y otros puntos de referencia que no se encuentren en los mapas topográficos, ayudará a localizar sitios remotos para terceros. El primer paso en el archivamiento de los registros deberá consistir en establecer y documentar un nuevo sitio de muestreo (si fuera necesario).

Si el sitio de muestreo no se muestra en un mapa, será necesario encontrar su localización física. Será necesario establecer el emplazamiento del sitio midiendo la distancia horizontal entre el sitio de muestreo y otras características físicas, transferir esa distancia a un mapa y marcar la localización. Las características de referencia en los cuadrángulos topográficos pueden ser caminos, edificios, cables de alta tensión y masas de agua. Los métodos y aparatos que se utilizan para medir distancias, en orden de exactitud decreciente, son: (1) triangulación, (2) medidor electrónico de distancias, (3) cinta métrica, (4) medidor de distancias de cadena , (5) rueda medidora de distancias, (6) telémetro, (7) sistema de posicionamiento global (GPS) (dependiendo de la exactitud o sensibilidad) (8) medida a pasos, y (9) odómetro de vehículo.

Las coordinadas del sitio de la estación/muestreo en grados, minutos, segundos y fracciones de segundos de latitud y longitud deberán determinarse con la mayor exactitud que resulte posible. Las maneras de determinar coordenadas, de menos a más costosas, incluyen: empleo de cuadrángulos topográficos, agrimensura profesional y digitalización de mapas que utilizan tecnología del sistema de inforamación geográfico (GIS) y/o aparatos portátiles de GPS.

Los sitios de las estaciones deberán fotografiarse regularmente a fin de mantener la documentación del sitio. En la primera visita al sitio conviene tomar una cantidad suficiente de fotos para establecer un registro fotográfico completo del sitio y de sus inmediaciones. Tomar fotos desde puntos fotográficos establecidos y constantes, tales como árboles o rocas grandes. Estos puntos fotográficos deben describirse en las notas de campo o deben improvisarse puntos de referencia (por ejemplo con una pila de rocas) si no se encuentran puntos naturales. Incluir a una persona en la foto para indicar la escala. Idealmente, deberán tomarse dos fotos del sitio-uno desde corriente arriba del punto de la muestra mirando corriente abajo al punto de la muestra y el otro desde corriente abajo del punto de la muestra mirando corriente arriba en el punto de la muestra. Tomar fotos adicionales si se observan cambios apreciables en el área del sitio. Las fotografías tomadas durante la vida del sitio deberán ayudar a documentar las influencias y los cambios físicos que pueden tener un impacto sobre la calidad del agua (Arizona Water Resources Research Center, 1995, p. 10-13).

El empleo y mantenimiento de carpetas de campo garantiza que pueda encontrarse toda la información necesaria sobre el sitio de muestreo en todo momento en un solo archivo. El empleo de carpetas de campo para toda la información pertinente a la operación de una estación/sitio de muestreo para la calidad del agua de superficies es una práctica común de algunos organismos. La carpeta de campo deberá contener la mayoría, si no toda, la información siguiente siempre que sea posible: datos asociados o información histórica de otras bases de datos mantenidas por organismos federales, estatales y locales; información sobre el uso de la tierra, incluídas fotografías aéreas; reportes publicados y no publicados; estudios y datos; mapas geológicos y mapas de contorno de la tabla de agua. En el Apéndice A se incluye una extensa lista de control.

Las notas tomadas in-situ son importantes para el proceso de recolección de muestras debido a que a menudo son el único registro escrito de las mediciones en el terreno. Las mediciones en el terreno registradas, las observaciones del sitio y las desviaciones de los procedimientos de muestreo estándar constituyen una documentación importante para la garantía de calidad/control de calidad (GA/CC) y para la interpretación de los datos. Estos registros podrían ofrecerse como documentos oficiales y legales y deberán ser lo más legible y completo posible. Las mediciones y observaciones in-situ registradas con tinta indeleble durante cada visita a una estación individual pueden incluir, entre otras cosas, lo siguiente:

1. Nombre de la estación
2. Número de identificación
3. Datos de muestreo
4. Hora del muestreo
5. Nombre(s) del(los) muestreador(es)
6. Objeto de la muestra
7. Propiedades y componentes y valores medidos in-situ:
1. Temperatura (agua y aire)
2. pH
3. Oxígeno disuelto (medidos en el centro del flujo siempre que sea posible)
4. Conductancia específica
8. Descarga instantánea/altura de aforo al comienzo y el final del muestreo
9. Alturas de aforo interinas si ocurren cambios considerables durante el muestreo
10. Condiciones de muestreo tales como:
1. Ubicación (por ejemplo, vado, puente)
2. Uso del sitio (por ejemplo, canal abierto, charco) y de la corriente
3. Método/equipo usado
11. Condiciones de la etapa y actividad biológica
12. Tiempo-precipitación actual y reciente
13. Aspecto del agua, olores inusuales
14. Notas varias, incluídas mediciones transversales, actividades de línea divisoria o de corriente
15. Tipos de muestras recogidas-químicas/biológicas/para garantía de calidad
16. Números de rotulación o de seguimiento para muestras enviadas al laboratorio
17. Números de lotes de blancos, recuentos bacterianos y parámetros que falten

Las mediciones en el terreno son las determinaciones de las propiedades físicas y de los componentes químicos que se miden en el lugar, lo más cerca posible en tiempo y espacio a los medios que se muestrean. Las mediciones de temperatura del agua, pH, alcalinidad, DO y conductancia específica podrían cambiar notoriamente en unos minutos u otras después de la recolección de la muestra. Por lo tanto, se necesitan las mediciones en el terreno de estas propiedades para obtenerse resultados representativos de las condiciones de corriente entrante. Las mediciones in-situ, notas de campo sobre los métodos o el equipo de muestreo utilizado, las observaciones del sitio y la información de calibración deberán anotarse en las formas para tomar registros in-situ para consulta posterior. Estas formas o notas para datos in-situ pueden variar de formato.

También deberán usarse registros cronológicos para controlar el comportamiento, el mantenimiento y la calibración de los instrumentos. Estos registros deben actualizarse y revisarse antes de cada viaje de estudio. Deberá verificarse la operación y la calibración de todos los instrumentos de campo (incluídos los contadores y electrodos de seguridad) para garantizar que están todos en buenas condiciones de funcionamiento. Antes de salir en viaje de reconocimiento, habrá que probar cada instrumento (contadores y sensores). Practique su técnica de medición si el instrumento o la medición es nueva para usted. Las mediciones en el terreno deben hacerse solamente con instrumentos calibrados. Calibre los instrumentos siguiendo las directrices del fabricante o del manual de funcionamiento.

Antes de tomar las mediciones en el terreno, debe permitirse que los sensores se equilibren en relación con la temperatura del agua que se esté monitorizando. Dejar 60 segundos, como mínimo (o seguir las directrices del fabricante) para equilibrar los sensores con el agua de la muestra. Los sensores están adecuadamente equilibrados cuando se estabilizan las lecturas de los instrumentos. Registre la media de las tres o más lecturas finales como el valor a reportar para ese punto de medición. Cuando se hacen mediciones en el terreno con un instrumento multiparámetros, es preferible colocar la sonda en la masa de agua que se va a muestrear y dejar que se equilibre en el modo de DO mientras ocurre la medición del caudal. Las mediciones en el terreno deben hacerse in-situ si es posible (en el centroide del flujo) si la corriente parece a simple vista completamente mezclada de orilla a orilla. La medición in-situ es necesaria para evitar cambios en las propiedades químicas del agua anóxica. Las mediciones de submuestras son necesarias para las determinaciones de alcalinidad. En las figuras 1 y 2 se muestran los flujogramas de los procedimientos de medición in-situ de submuestras.

Si la profundidad del agua para una muestra tomada al azar es inferior a 1.5 ft, las mediciones en el terreno deberán hacerse a una profundidad igual a un tercio de la profundidad del agua medida desde la superficie del agua. Si la profundidad del agua en el punto de muestreo es superior a 1.5 ft pero inferior a 5 ft, la temperatura, el pH, el DO, y la conductancia específica deberán medirse a 1 ft por debajo de la superficie. Si la profundidad del agua en el punto de muestreo es superior a 5 ft, deberá tomarse un perfil vertical, la temperatura, el pH, el DO, y la conductancia específica, usando el instrumento multiparámetros. Cuando no es posible hacer un perfil de las mediciones en el terreno, estas mediciones deberán reportarse a una profundidad del agua de 1 ft. Cuando se muestran embalses, bahías o estuarios, y canales para barcazas o buques con 5 a 9 ft de profundidad, deberán registrarse mediciones a profundidades de: 1 ft por debajo de la superficie, a la mitad de la profundidad, y 1 ft por encima del fondo. Para las mismas masas de agua que están a más de 10 ft de profundidad, las mediciones deberán hacerse a 1 ft por debajo de la superficie y a intervalos de 5 ft por debajo de la superficie. Si la distancia desde la última medición hasta el fondo es superior a 5 ft, tómese una medición a 1 ft sobre el fondo. Si la distancia es igual o inferior a 5 ft, no tomar más mediciones. Si la profundidad total es de más de 60 ft en embalses, los intervalos podrán extenderse a 10 ft. Todos los intervalos deben ser iguales. En canales costeros para buques con más de 10 ft de profundidad, las mediciones deberán registrarse a 1 ft por debajo de la superficie y a intervalos de 10-ft debajo de la superficie. Si la distancia desde la última medición hasta el fondo es superior a 5 ft, tómese una medición a 1 ft arriba del fondo. Si la distancia es igual o inferior a 5 ft, no tomar más mediciones.

Para sitios donde sea necesario medir el caudal, habrá que medir siempre el caudal, leer el aforo de corrientes de USGS o de IBWC. Medir y registrar el flujo después de registrar las observaciones visuales. No tomar muestras de agua en el área perturbada durante una medición de flujo. En los sitios con un aforo de corrientes de USGS o IBWC, observar y registrar en el registro cronológico la altura del aforo aproximada al centésimo más cercano de un pie. Contactar a la oficina a cargo del aforo y obtener el flujo (en pies cúbicos por segundo) que corresponde a la altura del aforo. En caso de duda acerca de la exactitud de la lectura de la altura del aforo, el personal de muestreo deberá medir el flujo si es posible. Las alturas de aforo de UGSG pueden medirse por uno de estos tres métodos: limnímetro, limnímetro de cable y peso, o limnímetro de burbuja. Los limnímetros son placas de acero blancas y negras con el aspecto de grandes cintas de medir apernadas a una estructura estable. Las gradaciones en pies, décimas de un pie y dos décimas de un pie deberán registrarse (donde el nivel del agua toca el limnímetro) con aproximación a la centésima de pie más cercana. Los limnímetros de cable y peso contienen un peso conectado por un cable a un carrete graduado (las gradaciones son décimas y centésimas de un pie) con un contador en un extremo. El peso debe bajarse hasta tocar la superficie del agua (causando una leve onda). En esa posición, el valor del contador deberá registrarse con aproximación al número entero más cercano y el punto indicado por la aguja del carrete graduado con aproximación a la centésima de un pie más cercana. El limnímetro de cable y peso puede ser de tipo móvil para adaptarse a corrientes trenzadas. Si es necesario mover al limnímetro, usar el valor de corrección del puente cerca de la reubicación del limnímetro. 

Los limnímetros de burbuja se instalan en casillas de aforos de USGS, que se cierran con una llave del USGS. El limnímetro de burbuja usa un registrador conectado a un sistema transductor de presión para indicar la altura del aforo en pies. Las casillas de aforo pueden contener también pozos de tranquilización con limnímetros en la pared interior del pozo. Si no es posible acceder a los aforos de corrientes del USGS para determinar el flujo, el personal deberá medir el flujo. Aquí se incluye una descripción resumida del procedimiento convencional de medición con medidor de corrientes del USGS para orientación general (método de media sección para determinar descarga).

El equipo de medición de flujo requerido incluye: (1) medidor de corriente o flujómetro, (2) varilla de vado (marcada en décimas de un pie), y (3) cinta de medir o cable de cola (marcado en décimas de un pie). Las marcas de medidor de corriente o de flujómetro o sus equivalentes pueden ser: Marsh-McBirney electrónico, Montedoro-Whitney electrónico, Price pygmy (con cronizador y bíper), medidor Pricaa o Tipo A (con peso de Columbus).

Lo primero en la medición del caudal es seleccionar una sección transversal. Seleccionar un tramo recto donde el lecho de la corriente sea uniforme y relativamente sin rocas y crecimiento acuático. El caudal deberá ser uniforme y sin remolinos, agua muerta cerca de las orillas ni excesiva turbulencia. Si fuera necesario y posible, modificar la sección transversal seleccionada para la medición para proporcionar condiciones aceptables construyendo diques para limitar el agua muerta o quitar rocas, maleza y escombros en el tramo de la corriente de 1 a 2 m corriente arriba desde la sección transversal. Después de modificar un lecho de caudal, dejar que se estabilice la corriente antes de iniciar la medición. Determinar el ancho de la corriente tendiendo una cinta de medir de orilla a orilla en ángulos rectos a la dirección de la corriente. Después, determinar el espaciamiento o el ancho de las verticales. Espaciar las verticales de modo que ninguna sección parcial tenga más del 5 ó 10 por ciento de la descarga total dentro de ella. Si el ancho de la corrientes es de menos de 5 ft, usar anchos de espaciamiento vertical de 0.5 ft. Si el ancho del caudal es superior a 5 ft, el número mínimo de verticales es 10 ó 25. El número preferido de verticales es 20 a 30. En la primera vertical, en un caudal de más de 2.5 ft, cara arriba (pararse 1.5 ft, como mínimo, corriente abajo y hacia un lado del sensor de caudal) y bajar el medidor de velocidad hasta el fondo del canal; registrar su profundidad y después levantar el medidor a 0.8 y 0.2 de la distancia de la superficie de la corriente, medir las velocidades del agua a cada nivel, y promediarlas. La varilla de vadeo permite que el usuario ponga fácilmente el sensor a 0.8 y 0.2 de la profundidad total usando las marcas de la varilla. Cada marca individual representa 0.10 ft, cada marca doble representa 0.50 ft y cada marca triple representa 1.00 ft. Si la profundidad es inferior a 2.5 ft, sólo se requerirá una medición en cada sección de medición vertical, a 0.6 de la profundidad total.

La vara de vadeo deberá mantenerse vertical y el sensor de flujo perpendicular a la cinta en vez de perpendicular al flujo durante la medición de la velocidad con un flujómetro electrónico. Al usar un medidor pigmeo, el instrumento deberá estar perpendicular al flujo. Pasar a la vertical siguiente y repetir el procedimiento hasta llegar a la orilla opuesta. Una vez que se hayan determinado la velocidad, profundidad y distancia de la sección transversal, podrá emplearse el método de la sección media para determinar la descarga (fórmula en la fig. 3). Calcular la descarga en cada incremento multiplicando la velocidad promediada en corrientes de menos de 2.5 ft de profundidad en cada incremento por el ancho del incremento y la profundidad promediada. (Nótese que los incrementos primero y último están ubicados al borde de la corriente y tienen una profundidad y velocidad de cero). Sumar las descargas para cada incremento para computar la descarga total del caudal. Registrar el flujo en litros (o pies cúbicos o metros cúbicos) por segundo en la libreta de anotaciones en el terreno.

Las mediciones de la temperatura en el terreno deben incluir tanto las lecturas de temperatura del aire como del agua. Debido a una posible contaminación ambiental en caso de ruptura, no deberán utilizarse termómetros de mercurio. Las temperaturas en el terreno deberán determinarse usando un termistor. Un termistor es un dispositivo eléctrico hecho de un semiconductor sólido que tiene un alto coeficiente de resistividad a alta temperatura. La calibración del termistor deberá verificarse en el laboratorio o la oficina mediante un termómetro de la American Society for Testing and Materials (ASTM). Las lecturas de la temperatura del aire deben hacerse colocando un termistor seco en un área sombreada protegida contra vientos fuertes, pero abierta a una circulación adecuada de aire. Evitar áreas que pudieran tener calor radiante tal como cerca de paredes metálicas o lados de vehículos. Dejar que el termistor se equilibre 3 a 5 minutos antes de registrar la temperatura. Las temperaturas del agua deben representar la temperatura media de la corriente en el momento de la observación. Un perfil de sección transversal horizontal y vertical determinará la variabilidad, si la hubiere. Los perfiles de corrientes con temperatura altamente variable deberán tener varias lecturas promediadas para usarlas como la media y esas variaciones deberán documentarse. Las corrientes con temperaturas bastante uniforme (una variación inferior a 2 °C 95 por ciento del tiempo) en general tendrán una medición que puede hacerse y reportarse como la temperatura del caudal. En las corrientes vadeables, pararse de modo que se proyecte una sombra sobre el lugar seleccionado para medir la temperatura. Sostener el termistor por la parte superior y sumergirlo en el agua. Dejarlo estabilizarse durante 1 minuto, como mínimo y después leer y anotar la temperatura con aproximación al 0.1 °C más cercano, sin retirarlo del agua. Cuando la temperatura no puede medirse en la corriente, deberá medirse en el recipiente utilizado para tomar las muestras de agua. Cuando se mide la temperatura de un recipiente deben satisfacerse las siguientes condiciones:

• El envase debe ser suficientemente largo para permitir una inmersión total del termistor o de la sonda.
• El recipiente debe llevarse a la misma temperatura que el agua antes de llenarse.
• El termistor o la sonda debe colocarse en el recipiente inmediatamente, antes de que cambie la temperatura.
• El recipiente debe estar a resguardo de la luz solar directa y de brisas fuertes antes y durante la medición de temperatura.
• Dejar que el termistor o la sonda de pH se equilibre durante por lo menos un minuto antes de registrar la temperatura.
• Después de hacer estas mediciones, ésta agua deberá descartarse y deberá tomarse otra muestra de agua de las muestras de agua que se envían al laboratorio.

Calibrar el sensor de pH de acuerdo con las instrucciones del fabricante. La función de pH deberá ser calibrada cada día de uso para instrumentos multiparámetros. Para detectar cualquier desviación en la lectura del insrumento durante el transcurso de muestreo, a menudo se recomienda postcalibrar.

Preferiblemente, el pH se mide directamente en la corriente a la(s) profundidad(es) especificadas antes en esta sección. Dejar que la sonda de pH se equilibre durante por lo menos un minuto antes de registrar el pH con aproximación al 0.1 más cercano de la unidad estándar.

Si no se puede medir el pH en la corriente, deberá medirse en el recipiente utilizado para tomar muestras de agua. Las precauciones que deben tomarse cuando se usa un recipiente para hacer mediciones de pH en el terreno son las mismas que las especificadas en la sección anterior Temperatura.

Si el valor del medidor de pH no se estabiliza en varios minutos, podría ocurrir desgasificación de dióxido de carbono o de anhídrido sulfuroso, o asentamiento de partículas de arcilla cargadas (Wells y colegas, 1990).

• Si se sospecha que la causa de la deriva del medidor el la desgasificación, tomar otra muestra de agua, sumergir la sonda de pH y leer el pH en 1 minuto.
• Si se sospecha que la causa de la deriva del medidor son partículas de arcilla suspendidas, dejar que la muestra se asiente durante 10 minutos, después leer el pH en la capa superior de la muestra sin menearla. Con cuidado, pH pueden medirse exactamente con aproximación al 0.1 de la unidad estándar más cercana.

La medición de la alcalinidad en el terreno es útil porque puede usarse para verificar el equilibrio de la carta de una solución. Cuando se han determinado todos los principales cationes y aniones, la suma de los cationes, en miliequivalentes por litro, deberá ser igual a la suma de los aniones expresada en las mismas unidades. En casi todas las aguas naturales, alcalinidad puede aribuirse enteramente al bicarbonato y al carbonato, dos de los tres aniones principales. La alcalinidad que se refiere a la capacidad ácidoneutralizante (CAN) de los solutos en una muestra de agua, es reportada en equivalentes (o miliequivalentes o microequivalentes) por litro y consiste en la suma de especies químicas de carbonato y no carbonado titulables en una muestra de agua filtrada. La alcalinidad y las concentraciones de especies de bicarbonato, carbonato y anhídridos se determinan mediante el método de titulación del punto de inflexión (TPI) o el método de razado de la función Gran para analizar los datos de la titulación. El método de TPI es adecuado para la mayoría de las aguas y las necesidades de los estudios. Los métodos de TPI y de Gran requieren la titulación electrométrica de una muestra con adiciones incrementales de ácido sulfúrico (H₂SO₄) de una normalidad especificada. El titulador digital es muy popular porque es más fácil de usar y menos frágil que una bureta y mantiene al ácido en un sistema virtualmente cerrado. Para titulaciones digitales de alcalinidad se emplean estos equipos y suministros:

1. Medidor de pH con compensador automático de temperatura; electrodo calibrado
2. Termómetro, calibrado
3. Agitador, magnético con Teflon^TM barras de agitación o varillas de agitación de vidrio
4. Pipetas volumétricas, clase A-25, 50, y de 100 mL
5. Pipeta de balón o bomba
6. Botella de muestra, 500 mL
7. Vasos de precipitados, de vidrio-50, 100, y 150 mL
8. Solución titulante, solución de ácido sulfúrico (se venden cartuchos prellenados para soluciones de 0.1600N o 1.600N)

Nota: La mayoría de las aguas naturales requieren 0.1600N ácido y los volúmenes de muestras comunes sond de 50 ó 100 mL en 100 o 150 mL vasos de precipitados, respectivamente.

Los pasos siguientes resumen los procedimientos de titulación de la alcalinidad:

• Calibrar el sistema de pH.
• Tomar una muestra representativa; filtrar submuestras para alcalinidad.
• Enjuagar en el terreno botellas de muestra con la muestra (o filtrar).
• Llenar las botellas completamente y taparlas adecuadamente. Mantener la muestra a temperatura del agua ambiente hasta la titulación.
• Enjuagar los electrodos, sensores, vasos de precipitados, barras de menear y tubo de alimentación con agua desionizada (ADI).
• Colocar una pequeña barra de agitación en el vaso de precipitado.
• Seleccionar y registrar un método de titulación, volumen de submuestra y normalidad de titulante.
• Sistema digital: Montar el titulante, drenar el tubo de alimentación y poner el contador en cero.
• Sistema de bureta: Llenar una bureta limpia y seca con titulante-purgar las burbujas de aire atrapadas.
• Traspasar con la pipeta un volumen apropiado de muestra en el vaso de precipitados.
• Colocar el vaso de precipitados sobre el agitador; insertar electrodos y sensor de temperatura (alejado del fondo y de los costados).
• Menear suavemente--no salpicar; minimizar el torbellino.
• Anotar la hora inicial, el pH, la temperatura, el volumen de una muestra, la normalidad y la lectura del contador si se usa el sistema digital.
• Agregar titulante, menear durante 15 a 20 segundos, leer y anotar el pH.
• Repetir hasta completar la titulación.

Si el pH es superior a 8.1, titular lentamente (para determinar las especies de cabonatos) en incrementos pequeños, hasta llegar a un pH inferior a 8.1.

Agregar lentamente el titulante en incrementos repetidos no superiores a 2 a 3 recuentos digitales hasta que el pH de la muestra sea de aproximadamente 8.0, para determinar el punto de inflexión del carbonato. Anotar el pH y la lectura del contador digital después de cada adición del titulante. Pueden emplearse incrementos mayores para muestras que contienen altas concentraciones de carbonatos.

Si el pH es inferior a 8.1 titular rápidamente, en grandes incrementos, hasta alcanzar un pH de 5.5 (para conductancia específica inferior a 100 µS/cm) y un pH no inferior a 5.0 en sistemas de carbonato. Continuar la titulación en pequeños incrementos hasta llegar a un pH de 4.0.

Si el pH es inferior a 5.0, titular cautelosamente en incrementos de 1 a 3 recuentos digitales desde pH 5.0 hasta 4.0. La parte más sensible de la titulación es entre pH 4.8 y 4.3 para muchas aguas naturales. Titular para bajar el pH si la contribución de no carbonatos es grande.

Calcular la alcalinidad en el terreno mediante la ecuación siguiente:

Para determinar la concentraciones de alcalinidad de carbonados y otras especies contribuyentes, trazar el cadmio en el pH dividido por el cambio en los recuentos digitales comparado con los recuentos digitales del titulante o tabular el cambio del pH dividido por el cambio de los recuentos digitales. Los factores y las ecuaciones empleados para los cartuchos de titulante 0.1600N (usados comúnmente para sistemas naturales) son los siguientes:

(Nota: los mililitros de ácido empleados se muestran como recuentos digitales para el titulador Hach^TM)

Donde

D1 para titulante 0.1600N = 12.0; D2 = 12.2; D3 = 10.0; y D4 = 3.4. (Nota: D puede ser recalculado por potencias de 10 dependiendo de la normalidad del titulante de 1.600N a 0.01600N; por ejemplo, D1 para un titulante 1.600N sería 120, y así sucesivamente.)

El oxígeno disuelto (DO) es el que se encuentra libremente en el agua. El DO se puede medir ya sea por el método de titulación de Winkler o con un medidor de DO, preferiblemente instalado en la(s) profundidad(es) especificadas anteriormente en la sección Carpeta de Campo/Mediciones en el terreno. Consultar el manual de instrumento para los requisitos de calibración específicos.

Calibrar el sensor DO del instrumento multisondas. La sonda DO debe equilibrarse durante 90 segundos, como mínimo, antes de que DO se registre con aproximación al 0.1 mg/L más cercano. Deberá ejercerse cuidado en las estaciones perfiladoras para garantizar que la lectura sea estable para cada profundidad. Porque el DO lleva más tiempo que nada para estabilizarse, registrar este parámetro después de la temperatura, el pH y la conductancia específica. Si la sonda de DO tiene un agitador automático operable conectado, no será necesario menear manualmente la sonda de DO. Sin embargo, si la sonda no está equipada con un agitador automático, el meneo manual deberá ser mantenido levantando y bajando la sonda a una velocidad de 1 ft sin agitar la superficie del agua. Si la velocidad de la corriente en el punto de muestreo es superior a 1 ft, la membrana de la sonda podrá apuntarse corriente arriba en el flujo y podrá evitarse el meneo manual (Wells y otros, 1990). Para detectar cualquier desviación en las lecturas del instrumento durante el curso de muestreo, a menudo se recomienda la postcalibración.

Si la sonda electrónica de DO es inoperable, el DO deberá medirse por la titulación de Winkler (Comisión de Conservación de los Recursos Naturales de Texas, 1997). El equipo de titulación de Winkler incluye:

• Dos botellas de 300-mL de demanda bioquímica de oxígeno (BOD) con tapones (se puede sustituir una matraz Erlenmeyer de 300-mL para la titulación).
• Un tomamuestras de alcantarilla.
• Almohadillas de sulfato manganoso en polvo.
• Almohadillas de reactivo alcalino-yoduro-azida en polvo.
• Almohadillas de ácido sulfámico en polvo.
• Pipetas de 10-mL; cilindro graduado de 200- ó 250-mL.
• 0.025N fenilarsineóxido (PAO) (reemplazar anualmente o según sea necesario en el equipo en el terreon).
• Solución de reactivo indicador de almidón estable. (La solución de almidón es estable durante un mes en las condiciones en el terreno. Deberá renovarse del stock, que es estable por un plazo máximo de un año en el refrigerador.)
• Tijeras o cuchilla para abrir almohadillas de compuestos en polvo.

Los siguientes pasos resumen el procedimiento de titulación de Winkler:

1. Se recoge una muestra para titulación colocando una botella de 300-mL BOD en un tomamuestras de alcantarilla y bajando la parte superior del tomamuestras hasta una profundidad de 1 ft.
2. El tomamuestras de alcantarilla se llenará en 30 a 45 segundos.
3. El tomamuestras se llena con agua cuando deja de hacer burbujas.
4. El tomamuestras de alcantarilla no deberá retirarse hasta que se haya llenado completamente.
5. El muestrario deberá llevarse en posición vertical hasta que se retire la botella de BOD.
6. Retirar cuidadosamente la botella de BOD del tomamuestras de alcantarilla.
7. La botella deberá llenarse hasta el tope.
8. Verter suavemente los 3 a 4 mL de agua de arriba haciéndolos pasar por la boca ensanchada de la botella.
9. Agregar el contenido de una almohadilla de sulfato manganoso en polvo al frasco lleno.
10. Agregar el contenido de una almohadilla de reactivo alcalino-yoduro-azida en polvo al frasco lleno.
11. Inclinar la botella levemente y volver a taparlo con el tapón de vidrio haciendo un giro rápido.
12. No dejar que queden burbujas de aire atrapadas en la botella. A veces, esto puede ser realizado solamente tocando la parte de arriba del líquido con la punta del tapón y después bajarlo a la posición.
13. Invertir la botella , un mínimo de 25 veces, para obtener una mezcla completa y después guardar la botella fuera de la luz solar directa.
14. Un floculante marrón indicará la presencia de DO. Dejar que el floculante se asiente en el punto medio de la botella (aproximadamente 5 minutos).
15. Invertir la botella otras 25 veces; dejar que el floculante vuelva a asentarse nuevemente. El floculante se asentará muy lentamente en agua de mar, el cuál requiere 2 minutos para la reacción, como mínimo. Los resultados no serán afectados si el floculante se niega a asentarse o si una parte del reactivo en polvo no se disuelve.
16. Cuando el floculante se ha asentado después de la segunda inversión, de modo que el tercio superior de la botella está claro, o después de esperar 2 minutos, agregar el contenido de una almohadilla de ácido sullfámico en polvo.
17. Volver a tapar e invertir suavemente la botella otras 25 veces hasta que desaparezca el floculante. La solución deberá estar transparente y con un color a paja. La intensidad del color amarillo está relacionada directamente con la concentración inicial de DO en la muestra. Una solución pálida y transparente indica una concentración muy baja de DO. Una solución oscura, clara y amarilla indica una alta concentración de DO.

Las muestras preparadas con la adición de ácido sulfámico se pueden almacenar durante 4 horas antes de completar la titulación de Winkler. Las muestras pueden guardarse por un máximo de 6 horas en la oscuridad si la botella está guardada a la temperatura de recolección o está sellado por agua poniendo agua alrededor del labi, y dejándola a una temperatura de 10 a 20°C (American Public Health Association, 1995).

Tan pronto como el precipitado se haya disuelto completamente como consecuencia de la acetificación, la muestra estará lista para titular.

18. Usar un cilindro graduado limpio para transferir 200 mL de la solución a una bolleta BOD o matraz de Erlenmeyer de 300-mL.
19. Colocar el matraz sobre un agitador magnético, si se dispone de este equipo. De lo contrario, usar una pipeta y una perilla, meneando la muestra a mano.
20. Menear la muestra a una velocidad moderada sin airearla. Titular con 0.025N PAO hasta que la solución quede de un color amarillo pajizo pálido.
21. Agregar 1 a 2 mL de reactivo de almidón estable y notar el color azul, que indica presencia de yodo. Unas gotas darán el color indicador azul (no gris). Si más de 1 ó 2 mL son necesarios para producir el color, deberán rechazarse los resultados de titulación de la muestra y reemplazar la solución de almidón.
22. Continuar la titulación hasta que desaparezca el color azul. Hacer la titulación contra un fondo blanco. Este paso requiere o bien menear continuamente o arremolinar vigorosamente para garantizar que el punto final de la titulación sea exacto. Hacer caso omiso a la reaparición del color azul después de unos minutos.

El volumen total (en mililitros) de PAO utilizado en la titulación es igual a la concentración de DO, expresado en miligramos por litro. La concentración de DO de la titulación deberá registrarse con aproximación al 0.1 mg/L más cercano. Para una muestra de 200-mL, el volumen de titulante agregado es directamente proporcional a la concentración de DO en miligramos por litro. Para calcular el DO para una muestra mayor o menor de 200 mL, usar la siguiente fórmula:

Algunos medidores de DO reportan mediciones que no están compensadas en función de la salinidad. El DO medido en el terreno con medidores que no están compensados para la salinidad y que se mide en aguas con una conductancia específica superior a 1,800 µS/cm, debe corregirse. Esta corrección se hace multiplicando las concentraciones de DO en el terreno por un factor de corrección, el cual se computa con la siguiente formula:

donde

La muesta recojida debe registrar la concentración de DO corregida.

Preferiblemente, la conductancia específica se mide directamente en la corriente a la(s) profundidad(es) especificada(s) en la sección anterior, Carpetas de Campo/Mediciones en el Terreno. Calibrar el medidor de conductividad en el laboratorio o en el terreno según lo indicado por las directrices de los organismos. Se requieren normas de conductancia conocidas para calibrar los instrumentos de múltiples sondas. Las normas de conductancia deben ser suficientemente altas como para abarcar las conductancias previstas para la corriente. Esto puede obtenerse de datos históricos o del conocimiento general de una zona. Dejar que la sonda de conductividad se equilibre durante un minuto como mínimo antes de registrar la conductancia específica en tres cifras significativas (si el valor sobrepasa 100). El principal problema físico al usar un medidor de conductancia específica es que quede aire atrapado en las cámaras de la sonda de conductividad, lo que se indica por valores de conductancia específica inestables que fluctúan hasta 100 µS/cm. El problema de atrapar aire puede minimizarse colocando lenta y cuidadosamente la sonda en el agua; cuando la sonda está completamente sumergida, desplazarla por el agua rápidamente para liberar las burbujas de aire que tenga. Para detectar cualquier desviación en la lectura del insrumento durante el transcurso de muestreo, a menudo se recomienda postcalibrar.

Si no es posible medir la conductancia específica en la corriente, se la deberá medir en el recipiente utilizado para tomar muestras de agua observando las precauciones indicadas en la sección Temperatura.

El cloro residual deberá analizarse en muestras tomadas corriente abajo de descargas de efluentes clorinados o en áreas donde se sospeche presencia de cloro. El cloro tienen un efecto sobre muestras de microorganismos coliformes fecales, BOD, cianuro y pesticidas/herbicidas. Si hay presencia de cloro en las muestras destinadas a analizarse para detectar BOD, cianuro o pesticidas/herbicidas, las muestras deberán tratarse con tiosulfato de sodio para eliminar el cloro. El cloro residual debe analizarse en una muestra tomada al azar usando la titulación de sulfuro de amonio ferroso (SAF) N,N-dietil-p-fenilenediamina (DPD) o usando el procedimiento colorimétrico DPD.

Procedimiento de titulación de cloro residual DPD-SAF:

Una solución estándar de SAF debe hacerse nuevamente cada vez y almacenarse en un lugar frío y oscuro. Se recomienda llevar cantidades pequeñas de la solución estándar al campo de acción y reemplazarla diariamente. A continuación se presenta el procedimiento para hacer SAF:

Hacer una pequeña cantidad (1:3) ácido sulfúrico (H₂SO₄) agregando 5 mL de H₂SO₄ concentrada a 15 mL de agua en un vaso de precipitado de 200 mL. PRECAUCIÓN: AGREGAR SIEMPRE EL ÁCIDO AL AGUA. Se necesita un vaso de precipitado grande para que se disipe el calor generado por la mezcla del ácido con el agua. Esta solución puede almacenarse en una botella de vidrio color ámbar.

En un matraz de aforación de 1,000-mL, agregar aproximadamente 500 mL de agua destilada y después agregar un mL de (1:3) H₂SO₄. Agregar 1.106 g de cristales de SAF a esta solución. Después de que los cristales estén completamente disueltos, agregar suficiente agua destilada para llevar el volumen a exactamente 1,000 mL. Transferir la solución SAF a una botella de plástico oscuro. Invertir la botella varias veces para mezclar la solución. Almacenarla en un lugar oscuro y fresco.

Agregar el contenido de cuatro almohadillas de DPD en polvo para el análisis de cloro total. Si se encuentra presencia de cloro, se formará un color rojo o rosado. Altos residuos de cloro podrían producir un color rojo temporario seguido por un color amarillo. Si esto ocurre, realizar el análisis usando un volumen menor de muestra diluída en 100 mL con agua destilada.

Llenar una pipeta con SAF y titular hasta que desaparezca el color rojo. Anotar el volumen de SAF usado. No prestar atención a la reaparición del color rosado después de unos minutos.

Si se encuentra manganeso en la muestra, interferirá con el análisis residual de cloro y deberá corregirse. Tomar el mismo volumen de muestra (100 mL) y agregar 0.5 mL de solución de arsenito de sodio (5 g/L) y cuatro almohadillas de DPD en polvo para un análisis de cloro total. Esperar 3 minutos, después titular hasta que desaparezca el color rojo y anotar el volumen de SAF utilizado.

Para cálcular el cloro residual, utilizar la siguiente fórmula:

Las bacterias fecales indicadoras se usan para evaluar la calidad del agua debido a que normalmente no causan enfermedad pero están correlacionadas con la presencia de varios organismos que transmiten enfermedades a través del agua (patógenos). La concentración de bacterias indicadoras (el término"bacteria indicadora" se usa como sinónimo de bacterias fecales indicadoras en este documento) es una medida de la seguridad del agua en situaciones de contacto recreativo o para consumo. La identificación y enumeración de bacteria indicadora mide la calidad sanitaria del agua.

Para recoger muestras de bacterias indicadoras en corrientes, sumergir el recipiente de la muestra (estéril, sin enjuagar) hasta una profundidad de alrededor de 4 pulgadas con el extremo abierto frente a corriente arriba. Empujar la boca del recipiente corriente arriba a esta profundidad hasta que se llene el recipiente. La boca del recipiente deberá estar en todo momento corriente arriba del colector de la muestra, aparato tomamuestras y sedimentos perturbados. Dejar suficiente holgura (5 a 10 mL) en la parte superior del envase de la muestra para facilitar la mezcla de la muestra cuando se agita inmediatamente antes de la filtración. Las muestras bacteriológicas deben tomarse en los mismos lugares donde se toman las mediciones en el terreno y donde se recogen las muestras de la calidad del agua.

Usar siempre un recipiente estéril, tal como una bolsa nueva Whirpak o un frasco de plástico o de vidrio para tomar la muestra y enfriar inmediatamente las muestras en un arcón de hielo o refrigerador a 1 a 4 °C. No congelar las muestras. Comenzar los análisis lo antes posible, preferiblemente en un plazo de una hora pero no más de 6 horas después de tomar las muestras, para minimizar cambios de densidad en las bacterias indicadoras.

La filtración por membrana (MF) y la mayoría de los métodos de número probable (MPN) se usan para la identificación y enumeración de bacterias indicadoras. Para uso general, el método MF es preferible al método XMP porque es fácil de hacer, no necesita una instalación formal de laboratorio y puede usarse para procesar muestras en el terreno. Existen incubadoras portátiles que funcionan con baterías de automóviles, para analizar muestras de coliformes fecales en el terreno. El análisis MF requiere varios tipos de medios y de reactivos, que dependen del indicador. Los medios y los reactivos necesarios incluyen agua estéril amortiguada (amortiguación), medios de cultivo selectivos y diferenciales en base a agar o caldo y medios y reactivos para identificación bioquímica adicional. La amortiguación se emplea para diluir muestras y para enjuagar los aparatos y utensillos MF. Se puede comprar a laboratorios. Los medios de cultivo (generalmente disponibles en equipos-paquetes premedidos o ampollas) pueden obtenerse a través de ciertos laboratorios o compañías de suministros. Seguir las instrucciones de almacenamiento y uso.

Los pasos siguientes resumen el método MF:

• Filtrar un mínimo de dos submuestras de volúmenes diferentes de cada muestra recolección. El objetivo es filtrar un volumen que resulte en el número óptimo de 20 a 60 colonias de microorganismos coliformes fecales en el filtro. El(los) volumen(es) filtrado(s) dependerán de la fuente de la(s) muestra(s). Cuanto más contaminada la muestra, tanto menor el volumen filtrado. Ésta es la razón de múltiples submuestras. Si es posible, verificar los datos históricos para tener una idea de las concentraciones coliformes fecales previstas.
• Preparar discos de Petri con almohadillas absorbentes y medios M-FC. Estos medios son un caldo formulado para promover el crecimiento de organismos coliformes fecales. Contienen ácido rosólico para inhibir el crecimiento de organismos no fecales y colorante de anilina azul para coloreal las colonias fecales con azul. Se necesitan como mínimo dos discos de Petri por muestra más un disco de Petri para una en blanco.
• Rotular la parte superior e inferior de cada disco de Petri con la identificación de la estación correspondiente y el número de mililitros de muestra que se va a filtrar. El rótulo superior es conveniente para filtrar la muestra y el rótulo inferior es conveniente cuando las muestras se invierten en la incubadora. El rótulo inferior es conveniente también si la tapa está algo separada del fondo. Si se procesan muestras en días sucesivos, convendría también agregar la fecha.

Nota: Refrigerar siempre los medios bacterianos hasta la fecha de expiración y evitar exposición de temperaturas cálidas en un vehículo.

• Conforme a la recomendaciones del personal, filtrar primero las muestras menos contaminadas.
• Instalar el aparato del equipo de la filtración y conectar la bomba al vacío. Enjuagar el conjunto del filtro completamente con agua estéril haciendo pasar varios enjuagues por el aparato del filtro. Esto eliminará los rastros de alcohol y de formaldehído generados por el procedimiento de esterilización.
• Colocar un filtro de membrana estéril de 0.45-µm en el aparato de filtración utilizando fórceps esterilizados. Esterilizar los fórceps cada vez antes de usarlos para mover el filtro. Los fórceps se esterilizan sumergiendo las puntas en metanol, y quemando después el metanol. La llama meramente quema el metanol, el metanol actúa como desinfectante. Los fórceps deberán asir el filtro cerca del borde exterior sin tocar el área cubierta por la muestra filtrada.
• Mojar el filtro con unos mililitros de agua estéril de amortiguación; para facilitar la distribución de las bacterias sobre el filtro.
• Si el volumen de la muestra que se va a filtrar es inferior a 10 mL, agregar al menos 10 a 50 mL de amortiguación al embudo del filtro.
• Sacudir vigorosamente la muestra 25 veces y transferir rápidamente por la pipeta el volumen deseado en el embudo del filtro. La bacterias están asociadas con partículas en el agua, y agitando vigorosamente se separan las partículas y se dispersan las bacterias.
• Aplicar una aspiración moderada para filtrar la muestra.
• Enjuagar el embudo del filtro dos veces con solución amortiguadora.
• Quitar la aspiración del aparato del filtro y sacar el filtro del aparato del filtro y ponerlo en un disco de Petri rotulado que contenga una almohadilla absorbente saturada con medios M-FC.
• Colocar un filtro nuevo en el aparato del filtro y repetir los pasos de la filtración con otra submuestra de la misma muestra.
• Volver a montar el aparato del filtro sin un filtro y enjuagar el aparato del filtro completamente (tres enjuagues como mínimo) con solución de amortiguación entre cada muestra.
• Repetir el método de MF con cada muestra adicional. Descartar la pipeta usada y usar una pipeta nueva y estéril para cada muestra adicional.
• Colocar los discos de Petri rotulados AL REVÉS en una incubadora puesta a una temperatura de incubación de 44.5 °C. Cuando los discos están al revés, no se forma condensación en la tapa y se reduce la probabilidad de que se seque la almohadilla (si se la usa). Registrar la temperatura inicial de la incubadora en las hojas para notas en el terreno o en el diario de operaciones en el terreno.

El procedimiento de esterilización siguiente se realiza mejor cuando la filtración está terminada por el día. Si el aparato se ha esterilizado de esta manera antes de almacenarlo, entonces no será necesario realizar este paso al comienzo del ejercicio de filtración siguiente.

• Quitar el vaso de precipitación de acero inoxidable del conjunto del filtro. Saturar con metanol la mecha de asbesto alrededor de la base del conjunto del filtro. Encender el metanol en la mecha de asbesto y dejar la mecha quemar durante 30 segundos.
• Colocar el vaso de precipitado de acero inoxidable firmemente sobre el conjunto del filtro y dejar el vaso en su lugar durante 15 minutos o hasta la próxima vez que se use el aparato. El oxígeno se consume por la combustión, y se produce gas de formaldehído por combustión incompleta. Para garantizar la esterilización se necesitan unos 15 minutos de tiempo de contacto.

Para procesar un blanco, seguir el mismo procedimiento anterior pero usar alrededor de 20 mL de solución amortiguadora. El blanco ayuda a monitorizar la eficacia del método. Si aparecen colonias en el blanco, deberán descartarse todos los datos de las muestras que se filtraron al mismo tiempo que el blanco. Deberá procesarse un blanco, como mínimo, por grupo de muestras analizadas.

Registrar los volúmenes de muestras filtradas cada vez, la hora y la fecha en que se recogieron y filtraron las muestras y la temperatura inicial del incubador. Incubar las muestras de coliformes fecales durante 22 a 24 horas a 44.5 °C ± 0.2 °C. Al final del período de incubación, registrar la temperatura de la incubadora y la hora en que se retiraron las muestras de la incubadora.

Las hojas para notas en el terreno o el diario de operaciones en el terreno deben contener la siguiente información sobre los análisis bacteriológicos:

1. Número y ubicación de la estación de muestreo
2. Fecha y hora de recolección de la muestra
3. Volumen de filtración de la muestra
4. Número de colonias de coliformes fecales contados en cada filtro
5. Observaciones pertinentes; por ejemplo, crecimiento confluente, coloración anormal
6. La temperatura de la incubadora al comienzo y al final del período de incubación
7. Fecha y hora del retiro del filtro de la incubadora
8. Iniciales del individuo que prepara y analiza las muestras

Contar y registrar el número de colonias azules individuales, distintas, redondas, en cada filtro. El recuento de las colonias se logra mejor con un microscopio de disección o una lupa de mano. El número ideal de colonias en la placa es de 20 a 60. A menudo en los meses de verano, es posible que las colonias coliformes se cubran de bacterias termofílicas rosadas. La única manera de responder a este problema es reducir el volumen filtrado a alrededor de 5 mL.

A veces, la placa de cultivo producirá muchas colonias azules pequeñas, con tamaños que oscilan entre 1/50 y 1/10 del tamaño de las colonias de coliformes. No contar estos "pretendientes." Calcular la densidad de las bacterias fecales coliformes en las muestras originales y registrar el valor como el número de cols./100 mL. Para obtener recuentos de placas ideales, reportar la densidad bacteriana siguiendo estas directrices:

Para recuentos en los que una muestra tiene recuentos de colonias deficientes (20 a 60 cols.), reportar la densidad computada de la placa con 20 a 60 cols. Para recuentos de placas de menos de 20 cols., computar y reportar una densidad combinada de coliformes fecales para la muestra. Por ejemplo:

Para recuentos de placa más de 60 cols., hacer estas evaluaciones:

Si es posible obtener un recuento exacto de colonias de coliformes fecales discretas en uno o ambos filtros, computar y reportar la densidad de las colonias. Generalmente, cuando la densidad del filtro sobrepasa 100 cols., la competencia por el espacio y los nutrientes suprime el crecimiento, dando recuentos erróneamente bajos. Por tanto el recuento deberá expresarse en términos de 'mayor que' lo que revele el recuento. Si el crecimiento es confluente, reportar un valor estimado mínimo asumiendo un recuento de 60 cols. en base al volumen más bajo filtrado (Myers and Wilde, 1997).

Si no aparecen colonias en las placas, reportar un valor, dependiendo del volumen filtrado, que represente el límite de detección del método. Combinar los dos volúmenes filtrados para maximizar el tamaño de la muestra. Reportar la densidad de los coliformes fecales como inferior al valor computado por este procedimiento, usando el símbolo "<" para indicar menos del límite de detección.

La prueba de coliformes fecales se realiza en conformidad con un procedimiento estándar universal. Los datos son útiles solamente para compararlos con otros datos obtenidos siguiendo el mismo procedimiento o los mismos criterios estándar. Si la prueba no puede realizarse satisfactoriamente, entonces no deberá reportarse ningún resultado. Sin embargo, las hojas para notas en el terreno o en el diario de operaciones en el terreno debe indicar por notas (interferencia de organismos competidores, sobrepasó el tiempo de retención, sobrepasó el tiempo de incubación , y así sucesivamente) lo que la prueba estaba intentado.

El equipo de muestreo deberá instalarse, verificarse y calibrarse inmediatamente antes de iniciar un viaje de muestreo. Esto incluye garantizar que se cuente con cada pieza del equipo que pudiera necesitarse, que el equipo esté en buenas condiciones de funcionamiento, que la fuente de alimentación/baterías estén cargadas y que los medidores sostengan sus calibraciones. Si los medidores o el equipo se encuentran en condiciones cuestionables, llevar un reemplazo. En el Apéndice B se incluye una extensa lista de control de equipos y suministros de muestreo. Limpiar y/o descontaminar siempre el equipo antes de usarlo. Consultar con la propia institución cuáles son los procedimientos de limpieza para varios protocolos de muestreo y sus respectivos requisitos de exactitud analítica tales como partes por millón y partes por millar de millón. Para evitar la contaminación cruzada durante el transporte al sitio o sitios de muestreo, envolver el equipo inorgánico en plástico y el equipo orgánico en papel de aluminio.

Antes de intentar tomar muestras de calidad del agua, es preciso tener en cuenta los requisitos de salud y seguridad aplicables. A menudo se recogen muestras en sitios contaminados o en lugares remotos y accidentados lejos de toda atención médica inmediata. Para éstas y otras cuestiones relacionadas con la seguridad, el personal de campo deberá tener en cuenta estas recomendaciones:

1. Recibir adiestramiento previo en primeros auxilios y resucitación cardiopulmonar (RCP). La Cruz Roja ofrece el adiestramiento en muchas ciudades. Recibir adiestramiento previo en el uso y manejo, transporte, almacenamiento y eliminación de substancias químicas a un nivel apropiado para los tipos de substancias químicas que se espera encontrar. Antes de manejar sustancias químicas, consultar las Hojas de Datos de Seguridad de Materiales (HDSM);
2. Consultar al funcionario encargado de la seguridad personal de la entidad;
3. Nunca ir solo(a) en el terreno;
4. Determinar por adelantado el lugar del hospital, clínica o médico más cercano;
5. Recibir las inmunizaciones pertinentes. Se recomiendan las vacunas contra el tétano, la hepatitis B y la fiebre tifoidea cuando se trabaja cerca de aguas contaminadas;
6. Notificar el itinerario a otras personas y designar con quién comunicarse en caso de emergencia;
7. Tomar medidas contra cazadores, reptiles venenosos, plantas venenosas, roedores, y pequeños mamíferos, inundaciones repentinas, agotamiento causado por el calor, exposición al sol y otras condiciones medioambientales que pudieran afectar negativamente la salud y la seguridad personal;
8. Llevar identificación. Además, si es posible, llevar consigo un teléfono celular o un radio bidireccional;
9. Tener en cuenta todos los reglamentos sobre seguridad de puentes. Verificar con la entidad si existen protocolos o directrices específicos para tomar muestras desde puentes. Usar aparatos de flotación personal(AFP) cuando se actúe en el agua o sobre la misma;
10. Al manejar preservativos de muestras, tales como ácidos, usar siempre gafas a prueba de salpicaduras y guantes no contaminantes.

La selección del equipo de muestreo depende de los objetivos de calidad de los datos (OCD) y debe adaptarse a éstos y a los respectivos métodos sugeridos, como se resume en las tablas 1 y 2. Si una muestra al azar es sugerida, seleccionar un tomamuestras no isocinético como base para las limitaciones físicas/medioambientales/mecánicas y de la seguridad de operación del equipo. Si una muestra de sección transversal es sugerida, seleccionar tomamuestras isocinéticos en respuesta a las limitaciones físicas/medioambientales/mecánicas. El Apéndice C contiene directrices generales para seleccionar equipos de muestreo en base al material de construcción y a los analizandos objetivo. Si el objeto del muestreo es detectar la presencia de metales pesados, no usar tomamuestras con componentes metálicos. Al muestrear para detectar elementos orgánicos, evitar usar tomamuestras con componentes plásticos, pues el plástico puede absorber y contaminar las muestras. No olvidarse de descontaminar el equipo antes de usarlo. Una vez que el equipo está descontaminado, envolver el equipo inorgánico en plástico y el equipo orgánico en papel de aluminio para transportarlo al sitio del muestreo.

En general, los tomamuestras de calidad del agua son isocinéticos o no isocinéticos. Isocinético significa que el tomamuestras opera de tal modo que la mezcla de agua-sedimentos pasa al tomamuestras sin cambio de velocidad al dejar la corriente ambiente e ingresar en las tomas de los tomamuestras. Los tomamuestras isocinéticos de integración a profundidad (usados para muestreos transversales) son o bien tomamuestras de mano o tomamuestras de cable y carrete. El Apéndice D lista varios tomamuestras isocinéticos y sus alcances operacionales, que se basan en la velocidad y la velocidad máxima disponible a través de FISP. La Figura 4 muestra varios tipos de equipo de muestreo de la calidad del agua.

Un análisis detallado de tomamuestras de agua y sedimentos en suspensión se encuentra en Edwards and Glysson (1998). Los tomamuestras no isocinéticos (usados para muestreos al azar) incluyen tomamuestras de boca ancha, tales como botellas de manos; frasco con peso; y tomamuestras de demanda bioquímica de oxígeno (DBO) de compuestos orgánicos volátiles (COV). Los tomamuestras de tanque, tales como el Kemmerer o Van Dorn, se usan para recoger muestras discretas (puntuales) instantáneas principalmente de lagos, embalses, bahías y estuarios. Los tomamuestras monoetápicos, tales como el U-59 y el U-73 fueron diseñados para obtener muestras de sedimentos en suspensión de corrientes en sitios remotos o desde corrientes donde los rápidos cambios de estado hacen que resulte impráctico usar el tomamuestras isocinético convencional de integración en profundidad. Los tomamuestras de bomba automáticos que tiene entrada(s) a profundidades fijas se usan a veces para tomar muestras en sitios remotos; de corrientes efímeras y pequeñas; o de colectores urbanos para aguas pluviales donde el nivel del agua sube rápidamente.

El objeto de limpiar el equipo es la descontaminación del equipo-la eliminación de residuos de construcción y de maquinado en el nuevo equipo y la extracción de substancias adheridas al equipo en situaciones anteriores de exposición al medio ambiente y a otros medios. El equipo empleado para muestreos (tomar, procesar y manejar muestras) debe limpiarse antes de ser utilizado. El nivel de limpieza con mucha inmersión y enjuague dependerá del nivel de precisión analítica requerido en el plan de muestreo.

En este manual se incluye una breve descripción de los principales pasos de la limpieza del equipo que cubre los temas principales. Los procedimientos de limpieza más específicos deben obtenerse a través de la entidad de la muestra colectora. La mayoría de los procedimientos estándar requieren que todos los equipos de muestreo se limpien antes de usarlos; que el equipo se vuelva a limpiar directamente después de recoger las muestras y antes de usarlo en el sitio siguiente para evitar contaminación cruzada entre sitios de muestreo y los enjuagues del equipo en el terreno con el agua de la muestra, lo cual no es indicado para todos los equipos y no sustituye los procedimientos de limpieza o de descontaminación.

Antes de preparar los materiales y suministros de limpieza, determinar de qué materiales está hecho el equipo (por ejemplo, metal, vidrio o plástico) y los analizandos químicos para los que se utilizará el equipo . Para analizandos inorgánicos usar suministros de limpieza compuestos de polipropileno incoloro o blanco, polietileno o algún otro material no metálico adecuado. No usar suministros de limpieza que puedan filtrar metales si el equipo se utilizará para tomar y procesar muestras a ser analizadas para detectar la presencia de metales y metaloides. Para analizandos orgánicos, usar suministros de limpieza compuestos de metal, vidrio o polifluorocarbono. No usar suministros de limpieza que puedan filtrar substancias orgánicas si el equipo se utilizará para tomar y procesar muestras que serán analizadas para detectar la presencia de compuestos orgánicos. El Apéndice E presenta una lista de artículos de limpieza básicos que se utilizan normalmente para limpiar equipos que se usan en el terreno para actividades de muestreo de la calidad del agua. Si fuera posible, preparar juegos separados de equipos lavados previamente para usar en cada sitio. Devolver los equipos muy contaminados a la oficina para someterlos a una limpieza rigurosa antes de reutilizarlos, en vez de limpiarlos en el terreno. En general, la secuencia para limpiar equipos para muestreos de analizandos orgánicos y/o inorgánicos puede resumirse de este modo: lavar con detergente; enjuagar con agua de grifo/ADI; examinar el equipo para determinar si tiene piezas metálicas; no metálico--remojo en ácido; piezas metálicas--remojo en ADI; enjuagar con metanol y secar al aire.

Los procedimientos detallados de limpieza de equipos que se presentan a continuación son los que se usan actualmente (1999) para protocolos "limpios" incluidas las técnicas de "manos limpias/manos sucias" ("ML/MS") con muestreos de corte transversal--integrados en profundidad:

• Uso de guantes, que deben cambiarse entre cada paso.
• Remojar el equipo y la tubería durante 30 minutos en Liquinox (solución al 0.2 por ciento) u otro detergente sin fosfatos; restregar el equipo y tubería con un cepillo no metálico e incoloro (excepto la unidad de filtración de carbono salvo que se considere necesario debido a exposición a altas concentraciones de carbono orgánico).
• Enjuagar el equipo y tubería completemente con agua de la llave.
• Remojar durante 30 minutos en una solución de ácido clorhídrico (HCI) al 5 por ciento (sin oligoelementos); para el equipo que entra en contacto con la muestra de oliogoelemento disuelto (el equipo de muestreo u el separador dinámico y separador de embudo, si se usa, más la tubería de Teflon^TM); no exponer los componentes metálicos del separador de embudo al ácido.
• Enjuagar el equipo tres veces con ADI.
• Enjuagar con una pequeña cantidad de metanol (de intensidad para pesticidas); el equipo que entra en contacto con una muestra de pesticidas disueltos (equipo de muestreo y la bombona de vidrio para ácidos o separador de embudo, si se usa, además de la tubería Teflon^TM).
• Enjuagar la filtración de carbono orgánico y equipo de muestreo con un enjuague final de agua sin elementos orgánicos.
• Dejar que todo se seque completamente al aire.
• Usar cinta Teflon^TM para proteger las áreas del equipo de muestreo y de la tubería Teflon^TM que entrarán en contacto con la muestra; colocar el equipo y la tubería en una bolsa de plástico con doble cierre o en otro recipiente para almacenamiento y transporte.
• Envolver las unidades de filtración para pesticidas y carbono orgánico con papel de aluminio o colocar las unidades en una bolsa Teflon^TM y guardarlas en un recipiente cerrable.
• Enjuagar todos los frascos de muestra inorgánica tres veces con ADI y después llenar las botellas hasta la mitad con ADI para transportarlos al sitio.